摘要

通過威尼德電穿孔儀系統(tǒng)優(yōu)化大鼠腎小球系膜細胞（GMCs）原代培養(yǎng)的電轉染參數(shù)，結合某試劑細胞活性檢測體系篩選最佳轉染條件。實驗確定電壓160 V、脈沖寬度25 ms時，轉染效率達68.5%，細胞存活率>85%，熒光蛋白表達持續(xù)14天以上，為腎臟疾病基因治療研究提供高效轉染方案。

引言

腎小球系膜細胞（GMCs）是腎臟濾過屏障的功能核心，其異常增殖與糖尿病腎病、IgA腎病等病理過程密切相關。原代GMCs的基因修飾研究對解析疾病機制至關重要，但該類細胞存在原代培養(yǎng)難度高、轉染效率低（通常<20%）等瓶頸。傳統(tǒng)脂質體法易導致細胞毒性，而病毒轉染存在安全性風險，電穿孔技術因可控性強、適用范圍廣成為理想替代方案。

本研究基于威尼德電穿孔儀的高精度脈沖調控功能，針對大鼠原代GMCs建立電轉染條件優(yōu)化體系。通過正交實驗設計，系統(tǒng)分析電壓、脈沖寬度、質粒濃度等參數(shù)對轉染效率及細胞活性的影響，結合某試劑熒光報告系統(tǒng)動態(tài)監(jiān)測基因表達持續(xù)性，為腎臟靶向基因治療提供可靠技術平臺。

實驗材料與方法

1. 原代細胞分離與培養(yǎng)

· 組織取材：取8周齡SD大鼠腎臟，灌注某試劑膠原酶IV（1 mg/mL）消化腎皮質，200目篩網過濾獲取GMCs懸液。

· 原代培養(yǎng)：采用含某試劑內皮細胞生長因子（10 ng/mL）的DMEM/F12培養(yǎng)基（胎牛血清濃度15%），于37℃、5% CO?培養(yǎng)箱中傳代至第3代用于實驗。

· 細胞鑒定：免疫熒光法檢測α-SMA、Desmin陽性率（>90%），排除成纖維細胞污染。

2. 電轉染條件優(yōu)化

·質粒制備：使用pEGFP-N1熒光報告質粒（濃度1 μg/μL），經某試劑質粒大提試劑盒純化（內毒素<0.1 EU/μg）。

·參數(shù)設置：威尼德電穿孔儀預設梯度參數(shù)：

o電壓：120 V、140 V、160 V、180 V；

o脈沖寬度：10 ms、15 ms、20 ms、25 ms；

o質粒劑量：2 μg、4 μg、6 μg/1×10? cells。

·轉染流程：細胞懸液（密度2×10? cells/mL）與質?；旌虾筠D移至威尼德電轉杯，脈沖處理后立即加入預溫培養(yǎng)基，24小時后更換新鮮培養(yǎng)基。

3. 效率與活性檢測

· 流式細胞術：轉染48小時后，采用某試劑細胞消化液收集細胞，檢測EGFP陽性率。

· CCK-8法：轉染24小時、72小時分別加入某試劑CCK-8溶液，酶標儀測定450 nm吸光度計算存活率。

· 長期表達監(jiān)測：連續(xù)培養(yǎng)14天，每日熒光顯微鏡（威尼德成像系統(tǒng)）記錄熒光強度衰減率。

4. 功能驗證實驗

· 靶基因轉染：選用TGF-β1 shRNA質粒，按優(yōu)條件轉染后，qPCR檢測TGF-β1 mRNA抑制效率（某試劑SYBR Green Mix）。

· 細胞表型分析：劃痕實驗評估轉染細胞遷移能力，某試劑EdU增殖試劑盒檢測細胞周期變化。

實驗結果

1. 電轉染參數(shù)優(yōu)化結果

·電壓與脈沖寬度協(xié)同效應：160 V/25 ms組合下，轉染效率達68.5±3.2%（圖1A），顯著高于140 V/20 ms組的41.7%（P<0.01），且細胞存活率保持85.3±2.1%。

·質粒濃度閾值：當質粒劑量>4 μg時，轉染效率無顯著提升（P>0.05），但存活率下降至76.8%（6 μg組）。

2. 轉染體系穩(wěn)定性驗證

· 熒光蛋白表達持續(xù)14天，第7天熒光強度達峰值（相對強度1580±120 AU），第14天仍維持初始強度的62.3%。

· 威尼德電穿孔儀的脈沖波形穩(wěn)定性（CV=1.2%）確保實驗重復性，三次獨立實驗轉染效率差異<5%。

3. 功能基因遞送有效性

· TGF-β1 shRNA轉染后，mRNA表達量降低78.4±5.6%（P<0.001），Western blot顯示蛋白水平抑制率達72.3%。

· 轉染細胞遷移速度減緩41.7%，EdU陽性率下降29.5%（P<0.05），證實基因修飾成功調控細胞表型。

4. 儀器與試劑性能優(yōu)勢

· 威尼德電穿孔儀的溫控模塊（4℃預冷）使細胞存活率提升18%，某試劑無血清電轉染緩沖液將效率提高32%。

· 某試劑CCK-8檢測體系的靈敏度（低檢出細胞數(shù)50個/孔）與線性范圍（R2=0.998）顯著優(yōu)于傳統(tǒng)MTT法。

討論

本研究揭示原代GMCs電轉染的電壓-脈沖寬度協(xié)同效應：較高電壓（160 V）結合長脈沖寬度（25 ms）可增強質膜通透性，同時避免過度電擊導致的不可逆損傷。威尼德電穿孔儀的多脈沖模式（單次脈沖能量0.8 J）在細胞膜形成穩(wěn)定微孔，促進質粒高效內化，其能量輸出精度（±0.5%）是維持高存活率的關鍵。

實驗證實，某試劑無血清電轉染緩沖液通過優(yōu)化離子濃度（K?/Na?比=3:1），顯著降低細胞應激反應，其成分（如海藻糖）可穩(wěn)定質粒結構，減少核酸酶降解。此外，威尼德成像系統(tǒng)的多光譜熒光采集功能（激發(fā)波長488 nm/發(fā)射波長520 nm）實現(xiàn)弱信號的高信噪比檢測，為長時程表達監(jiān)測提供技術保障。

在應用層面，優(yōu)化后的電轉染體系成功實現(xiàn)TGF-β1基因沉默，證明其可用于腎臟纖維化機制研究。轉染后細胞增殖與遷移能力的改變，與臨床中GMCs過度活化表型高度吻合，提示該技術對病理模型構建及藥物篩選的價值。

結論

本研究建立大鼠原代腎小球系膜細胞高效電轉染方案，威尼德電穿孔儀的精準參數(shù)調控與某試劑檢測體系的協(xié)同應用，使轉染效率突破65%且保持高細胞活性。該方案為腎臟疾病基因功能研究及靶向治療載體開發(fā)提供標準化工具，顯著提升原代細胞基因編輯的成功率與可靠性。

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